Какие методы используют для стерилизации. Стерилизация: режимы, методы

ОЦЕНКА ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИСЕПТИКОВ И ДЕЗИНФЕКТАНТОВ. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ БАКТЕРИЙ К АНТИМИКРОБНЫМ ПРЕПАРАТАМ

Введение. Уничтожение патогенных для человека микробов является одной из важнейших проблем в профилактике и ле­чении различных заболеваний. Для борьбы с микробами ис­пользуют методы асептики, антисептики, дезинфекции и анти­микробной терапии. Каждый метод имеет свои особые цели и условия применения.

Тема 7.1. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ АНТИМИКРОБНОГО ДЕЙСТВИЯ ХИМИЧЕСКИХ И ФИЗИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ

Введение. Асептика - система мероприятий, предупрежда­ющих внесение (попадание) микроорганизмов из окружающей среды в ткани или полости человеческого организма при ле­чебных и диагностических манипуляциях, а также в материал для исследования, в питательные среды и культуры микроор­ганизмов при лабораторных исследованиях. Асептика предус­матривает соблюдение особых санитарно-гигиенических пра­вил и приемов работы, а также специальную обработку инстру­ментов, материалов, рук медицинских работников, помещений и т.д. с целью частичного (дезинфекция) или полного (стери­лизация) уничтожения микробов.

Антисептика - комплекс лечебно-профилактических меро­приятий, направленных на уничтожение микроорганизмов, способных вызвать инфекционный процесс, на поврежденных участках кожи и слизистых оболочек, путем обработки микро-бицидными веществами - антисептиками.

Стерилизация - полное уничтожение микроорганизмов, включая вегетативные формы и споры. Существуют 3 основ­ные группы методов стерилизации: физические, механические и химические. Выбор метода, используемого для решения прак­тической задачи, зависит от стерилизуемого объекта.

Дезинфекция - обеззараживание объектов окружающей сре­ды. В отличие от стерилизации дезинфекция приводит к гибели большинства, но не всех форм микробов и, таким образом, обеспечивает только снижение микробной контаминации (за­грязнения), а не полное обеззараживание объекта. Поэтому предметы, подвергшиеся дезинфекции, не являются абсолютно безопасными.

▲ План

▲ Программа

1. Асептика, антисептика и дезинфекция. Антисептики и дезинфектанты.

2. Антимикробное действие физических и химических факторов.

3. Методы стерилизации; аппаратура, используемая для стерилизации.

4. Методы контроля эффективности стерилизации, дей­ствия антисептических и дезинфицирующих веществ.

Демонстрация

1. Аппаратура, используемая при стерилизации: авто­клав, сушильный шкаф, аппаратура для фильтрации и УФ-облучения.

А Задание студентам

1. Учесть результаты опытов, поставленных с бактери­альными тест-объектами для контроля эффективности стерилизации, проведенной путем кипячения и авто-клавирования. Сделать заключение.

2. Определить по готовым посевам антибактериальное действие УФ-лучей на стафилококки и кишечную па­лочку.

3. Учесть результаты опытов, поставленных для опреде­ления антимикробного действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Сделать заключение.

Методические указания

Методы стерилизации

I. Физические методы. Воздействие высоких темпе­ратур. Высокая температура обладает микробицидным действи­ем благодаря способности вызывать денатурацию важнейших биополимеров, в первую очередь белков.

Стерилизация сухим жаром в сушильно-стерилизационном шкафу (печи Пастера) основана на бактерицидном действии нагретого до 165-170 °С воздуха в течение 45 мин. При более высокой температуре происходит обугливание ватных пробок, бумаги, в которую завернута посуда, а при более низкой тем­пературе требуется большой срок стерилизации. Сухим жаром стерилизуют стеклянную посуду (чашки Петри, пробирки, пи­петки и др.).

Автоклавирование - стерилизация перегретым водяным паром (при повышенном давлении) в паровом стерилизаторе (автоклаве). Один из наиболее эффективных методов стерили­зации, который широко применяют не только в микробиоло­гической, но и клинической практике. Работа с автоклавом требует точного выполнения специальной инструкции и со­блюдения правил безопасности. Максимальную температуру пара измеряют специальным термометром, который помещают в автоклав вместе со стерилизуемым материалом. В некоторых случаях используют химические вещества с определенной тем­пературой плавления: бензонафтол (ПО °С), бензойную кисло­ту (120 °С). Многие питательные среды, перевязочный матери­ал, белье стерилизуют при давлении 1 атм в течение 15-20 мин, питательные среды с углеводами - при 0,5 атм в течение 15 мин, а обеззараживание инфицированного материала про­изводят при 1,5-2 атм в течение 20-25 мин (табл. 7.1.1).

Таблица 7.1.1. Соотношение между давлением, температурой и про­должительностью стерилизации в паровом стерилизаторе (автоклаве)

0 100 30-60 (дробно) 0,5 111 20-30

1 121 15-20 1,5 127 15-20

Стерилизация текучим паром осуществляется в автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпускном кране. Данный способ стерилизации основан на антибактериальном действии пара в отношении вегетативных клеток. Он приме­няется в тех случаях, когда стерилизуемый материал не выдер­живает высокой температуры, например питательные среды с витаминами, углеводами. Для полного обеспложивания приме­няют принцип дробной стерилизации, т.е. стерилизуют мате­риал при 100 "С (или 80-90 °С) в течение 20-30 мин 3 дня подряд. При этом вегетативные клетки погибают, а споры сохраняются и за 1 сут прорастают. Последующее двукратное прогревание обеспечивает достаточно надежную стерильность материала.

Тиндализация - это дробная стерилизация материалов при 56-58 "С в течение 1 ч 5-6 дней подряд. Применяется для стерилизации легко разрушающихся при высокой температуре веществ (сыворотка крови, витамины и др.).

Прокаливание в пламени спиртовки или газовой горелки при-

Меняют ограниченно, например для стерилизации бактериоло­гических петель, препаровальных игл, пинцетов.

Воздействие ионизирующих излучений. Микроби-цидное действие ионизирующих излучений основано на их способности вызывать повреждения в молекуле ДНК. Для сте­рилизации одноразовых медицинских инструментов и бактери­ологического оборудования, чувствительного к термическим воздействиям (пластиковая посуда для культивирования мик­робов и клеточных культур, пластиковые шприцы, системы переливания крови и т.д.), обычно применяют стерилизацию у-излучением.

И. Механические методы. Основаны на фильтровании через специальные мембранные фильтры с малым размером пор, способные механически задерживать микроорганизмы. В лабо­раторной практике широко применяют бумажные и полимер­ные фильтры. Существуют фильтры с порами различных, стро­го откалиброванных размеров, что позволяет гарантированно очищать материал не только от бактерий, но и вирусов, а при необходимости и от некоторых макромолекул. Фильтрование ис­пользуют для стерилизации жидких материалов, не выдержива­ющих нагревания (сыворотка крови, растворы антимикробных препаратов, компоненты питательных сред для бактерий и культур клеток), для получения бактериальных токсинов и других продуктов жизнедеятельности бактерий. Фильтрование является ведущим методом стерилизации воздуха в тех случаях, когда это необходимо. Для этого воздух пропускают через фильтры, пропитанные микробицидными веществами. Такие системы стерилизации применяют, например, в настольных боксах для работы с возбудителями особо опасных инфекций, а также в операционных блоках, родильных отделениях и т.д.

III. Химические методы. Основаны на обработке объекта химическими веществами, обладающими микробицидным дей­ствием и способными при соблюдении определенных режимов воздействия обеспечить полное уничтожение микрофлоры. Хи­мическую стерилизацию обычно применяют для обработки различных приборов и инструментов многоразового использо­вания, чувствительных к высоким температурам (фиброопти-ческие приборы, медицинские имплантаты и др.). К стерилизу­ющим агентам относятся окись этилена, перекись водорода, глю-таровый альдегид, пероксиуксусная кислота, двуокись хлора.

Независимо от метода во всех случаях требуется регулярный контроль эффективности процедуры стерилизации. С этой целью используют биологические индикаторы - известные микроор­ганизмы, наиболее устойчивые к данному способу обработки (например, споры Bacillus stearothermophilus для контроля эф­фективности автоклавирования, Bacillus subtilis - для контроля сухожаровой стерилизации). Существуют также физико-хими­ческие индикаторы - вещества, которые претерпевают види-

мые изменения (изменяют цвет, агрегатное состояние и т.д.) только при соблюдении правильного режима обработки.

Методы дезинфекции

Для дезинфекции применяют физические и химические ме­тоды.

I. Физические методы. Воздействие высоких темпера­
тур.

Кипячение. Шприцы, мелкий хирургический инструмента­рий, предметные и покровные стекла и некоторые другие пред­меты помещают в стерилизаторы, в которые наливают воду. Для устранения жесткости и повышения температуры кипяче­ния к воде добавляют 1-2 % раствор бикарбоната натрия. Кипячение производят не менее 30 мин. При кипячении не­которые вирусы (например, вирус гепатита В) и споры бакте­рий сохраняют жизнеспособность.

Пастеризация основана на антибактериальном действии температуры в отношении вегетативных клеток, но не бакте­риальных спор. Нагревание материала производится при тем­пературе 50-65 "С в течение 5-10 мин с последующим бы­стрым охлаждением. Обычно пастеризуют напитки и пищевые продукты (вино, пиво, соки, молоко и др.).

Воздействие ионизирующих излучений. Ультрафи­олетовое излучение (УФ) с длиной волны 260-300 мкм обладает достаточно выраженным микробицидным действием, однако некоторые виды микробов и споры резистентны к УФ. Поэто­му УФ-облучение не способно обеспечить полного уничтоже­ния микрофлоры - стерилизацию объекта. Обработку УФ обыч­но используют для частичного обеззараживания (дезинфекции) крупных объектов: поверхностей предметов, помещений, воз­духа в медицинских учреждениях, микробиологических лабо­раториях и т.д.

Гамма-излучение обладает выраженным микробицидным дей­ствием на большинство микроорганизмов, включая вегетатив­ные формы бактерий и споры большинства видов, грибы, виру­сы. Применяют для стерилизации пластиковой посуды и меди­цинских инструментов одноразового использования. Следует иметь в виду, что обработка гамма-излучением не обеспечивает уничтожения таких инфекционных агентов, как прионы.

II. Химические методы. Это обработка объекта дезинфектан-
тами - микробицидными химическими веществами. Некото­
рые из этих соединений могут оказывать токсическое действие
на организм человека, поэтому их применяют исключительно
Для обработки внешних объектов. В качестве дезинфектантов
обычно используют перекись водорода, хлорсодержащие со­
единения (0,1-10 % раствор хлорной извести, 0,5-5 % раствор
хлорамина, 0,1-10 % раствор двутретьеосновной соли гипо-

Хлората кальция - ДТСГК), формальдегид, фенолы (3-5 % раствор фенола, лизола или карболовой кислоты), йодофоры. Выбор дезинфицирующего вещества и его концентрации зави­сят от материала, подлежащего дезинфекции. Дезинфекция может быть достаточной процедурой для обеззараживания только таких медицинских инструментов, которые не прони­кают через естественные барьеры организма (ларингоскопы, цистоскопы, системы для искусственной вентиляции легких). Некоторые вещества (борная кислота, мертиолат, глицерин) применяют как консерванты для приготовления лечебных и диагностических сывороток, вакцин и других препаратов.

Методы антисептики

В качестве антисептиков используют только малотоксичные для организма соединения, оказывающие антимикробное дей­ствие. Наиболее часто применяют 70 % этиловый спирт, 5 % раствор йода, 0,1 % раствор КМп0 4 , 0,5-1 % спиртовые рас­творы метиленового синего или бриллиантового зеленого, 0,75-4,0 % раствор хлоргексидина, 1-3 % раствор гексахло-рофена и некоторые другие соединения. Антимикробные ве­щества добавляют также к материалам, используемым при из­готовлении перевязочных средств, лейкопластырей, зубных протезов, пломбировочных материалов и т.п. с целью придания им бактерицидных свойств.

Методы контроля эффективности стерилизации, действия антисептических и дезинфицирующих веществ. Изучение антибактериального действия высоких температур. В пробирки с питательным бульоном поместить шелковые нити, смоченные смесью спорообразующей (3 пробирки) и неспорообразующей (3 пробирки) культур. По одной пробирке с каждой культурой подвергнуть автоклавированию или кипя­чению; контрольные пробирки никакому воздействию не под­вергать. После обработки все посевы выдержать в термостате при 37 °С в течение 24 ч. Отметить результат поставленного опыта и сделать заключение.

Контроль стерильности перевязочного материала и хирургических инструментов. Проводят посев исследуе­мых образцов (или смывов с поверхности крупных инструмен­тов) на три среды: сахарный бульон, тиогликолевую среду и жидкую среду Сабуро. Посевы инкубируют в термостате 14 дней. При отсутствии роста во всех посевах материал считают стерильным.

Изучение антибактериального действия УФ-лучей. Суспензию стафилококка или E.coli в изотоническом растворе хлорида натрия в объеме 1 мл поместить на расстоянии 10-20 см от центра лампы. Облученную и необлученную (контроль) сус­пензии бактерий засеять в питательный бульон и инкубировать

при 37 "С в течение 16-24 ч, после чего оценить результаты: отсутствие помутнения среды связано с гибелью облученной культуры бактерий, в контроле отмечается помутнение, что свидетельствует о наличии роста.

Определение антимикробного действия антисептических и дез­инфицирующих средств. 1. Подготовить два вида тест-объектов: а) шелковые нити, смоченные культурой E.coli; б) шелковые нити, смоченные спорообразующей культурой (с большим со­держанием спор). Нити поместить в растворы фенола (5 %), лизола (5 %), хлорной извести (10 %) на 5 и 60 мин, после чего отмыть от исследуемых веществ, засеять в питательный бульон и поместить в термостат до следующего дня. Контроль­ные пробы действию химических веществ не подвергать. От­метить результат поставленного опыта и сделать заключение.

2. Диски из фильтровальной бумаги смочить растворами исследуемых веществ и поместить на поверхность питательного агара в чашке Петри, засеянной (газоном) тест-культурой ста­филококка или кишечной палочки. Чашку инкубировать в течение суток при 37 °С. Об антибактериальном действии ис­следуемых веществ судят по диаметру зон задержки роста бак­терий, образующихся вокруг дисков.

Тема 7.2. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ ЭФФЕКТИВНОСТИ ДЕЙСТВИЯ АНТИМИКРОБНЫХ ПРЕПАРАТОВ

Введение. Антимикробные препараты (природные и синте­тические антибиотики) используются для лечения заболеваний, вызванных микроорганизмами. Для эффективной терапии необ­ходим подбор препарата, обладающего наибольшей активностью по отношению к данному возбудителю инфекции и оказываю­щего наименьший вред нормальной микрофлоре человека. Ши­рокое распространение бактериальных штаммов, обладающих различной степенью устойчивости ко многим препаратам (поли­резистентностью), делает особенно актуальными качественную (метод дисков) и количественную (метод серийных разведений) оценку чувствительности бактерий к лечебным препаратам.

▲ Программа

1. Спектры действия основных групп антимикробных препаратов.

2. Оценка действия на бактерии антимикробных пре­паратов методом дисков.

3. Определение минимальной ингибирующей концент­рации (МИК) антимикробных препаратов методом се­рийных разведений.

А. Демонстрация

1. Антимикробные препараты различных групп.

2. Стандартные бумажные диски, пропитанные антими­кробными препаратами, для определения чувствитель­ности к ним бактерий.

3. Таблицы и схемы антимикробных спектров важней­ших групп антибиотиков и механизмы их антибакте­риального действия.

Задание студентам

1. Поставить опыт по определению чувствительности стафилококков к различным антибиотикам методом дисков.

2. По результатам поставленного опыта определить ми­нимальную ингибирующую концентрацию пеницил­лина для различных бактериальных культур методом серийных разведений.

Методические указания

Количественное определение чувствительности бактерий к антимикробным препаратам методом серийных разведений.Дан­ный метод применяют для определения минимальной подав­ляющей концентрации (МП К) - наименьшей концентрации антибиотика, полностью подавляющей рост исследуемых бак­терий. Готовят основной раствор антибиотика, содержащий препарат в определенной концентрации (мкг/мл или ЕД/мл) в физиологическом или буферном растворе или в специальном растворителе. Основной раствор используют для приготовле­ния серийных (2-кратных) разведений антибиотика в питатель­ной среде - бульоне (в объеме 1 мл) или агаре. Из исследуемой бактериальной культуры готовят суспензию стандартной плот­ности и засевают по 0,1 мл на среды с разной концентрацией антибиотика, а также на среду без препарата (контроль куль­туры). Посевы инкубируют при 37 "С 20-24 ч или более (для медленно растущих бактерий), после чего отмечают результаты опыта по помутнению питательного бульона или появлению видимого роста бактерий на агаре, сравнивая с контролем. Наименьшая концентрация антибиотика, полностью подав­ляющая рост исследуемой культуры, принимается за МПК.

шую концентрацию препарата, препятствующую развитию ЦПД или накоплению в клетках антигенов возбудителя, принимают за МПК.

Интерпретацию результатов, т.е. оценку клинической чув­ствительности, осуществляют на основании критериев, приве­денных в табл. 7.2.1. К чувствительным относятся штаммы бактерий, рост которых подавляется при концентрациях пре­парата, обнаруживаемых в сыворотке крови пациента при ис­пользовании средних терапевтических доз антибиотиков. К уме­ренно устойчивым относятся штаммы, для подавления роста которых требуются концентрации, создающиеся в сыворотке крови при введении максимальных лечебных доз препарата. Устойчивыми являются микроорганизмы, рост которых не по­давляется препаратом в концентрациях, создаваемых в орга­низме при использовании максимально допустимых доз.

Таблица 7.2.1. Интерпретация результатов определения чувствитель­ности бактерий к антибиотикам методом серийных разведений

Продолжение

промежу­точные (D

Микротест-системы для определения чувствительности к ан­тимикробным препаратам. Микротест-системы предназначены для быстрого определения клинической чувствительности к антибиотикам бактерий определенных видов или родственных групп. Тестируемые препараты в стандартных концентрациях находятся в лунках готовых пластиковых планшетов. Опреде­ляют чувствительность исследуемой культуры к двум концент­рациям каждого антибиотика: средней терапевтической и мак­симальной. Материал из изолированной колонии с помощью мерной бактериологической петли (объем 1 мкл) вносят в 5 мл стандартной питательной среды, содержащей индикатор, и го­товят суспензию. Готовую бактериальную суспензию разлива­ют в лунки планшета по 0,1 мл и инкубируют при оптимальных для данного вида бактерий условиях температуры и газового состава среды. О росте бактерий судят по изменению цвета индикатора, что позволяет существенно сократить сроки ис­следования. Если бактерии сохраняют жизнеспособность в при­сутствии антибиотика, выделение продуктов метаболизма при­водит к изменению цвета индикатора. Отсутствие изменения цвета свидетельствует о полном подавлении жизнедеятельнос­ти микроба. Результаты определяют через 4 ч инкубации с помощью спектрофотометра.

Определение клинической чувствительности бактерий к анти­микробным препаратам методом дисков (диффузионный тест). Метод основан на подавлении роста бактерий на плотной питательной среде под действием антибиотика, содержащегося в бумажном диске. В результате диффузии препарата в агар вокруг диска образуется градиент концентрации антибиотика. Размер зоны подавления роста зависит от чувствительности бактерии и свойств препарата (в частности, скорости диффузии в агаре). Для определения чувствительности в клинической практике применяют готовые стандартные диски со строго определенным содержанием антибиотиков. Содержание пре­парата определяется исходя из терапевтических концентраций каждого антибиотика и средних значений МПК для патоген­ных бактерий. Название препарата и его количество обозначе­но на каждом диске. Для определения чувствительности из исследуемой бактериальной культуры готовят взвесь, содержа­щую стандартное количество жизнеспособных клеток, и засе­вают газоном в чашки Петри (диаметр 100 мм) на среды Мюллера-Хинтон или АГВ (специальные среды, не препятст­вующие диффузии антимикробных веществ и не оказывающие на них негативного воздействия). Диски на засеянную поверх­ность накладывают с помощью аппликатора на расстоянии 2,5 см от центра чашки по кругу (рис. 7.2.1). На чашку поме­щают не более 5 дисков. Посевы инкубируют 18-20 ч при 35 С. При корректном выполнении процедуры на фоне рав­номерного бактериального газона вокруг дисков образуются

Зоны подавления роста, имеющие круглую форму. Учет резуль­татов осуществляют путем измерения диаметра зоны подавле­ния роста. За зону, подлежащую измерению, принимают тот участок, на котором рост бактерий отсутствует полностью. Интерпретацию полученных результатов (вывод о чувствитель­ности) осуществляют на основании критериев, приведенных в табл. 7.2.2.

Таблица 7.2.2. Интерпретация результатов определения чувствитель­ности бактерий к антибиотикам методом дисков (на среде АГВ)

Пенициллины

Цефалоспорины

Продолжение

*Предварительные данные.

Применение метода дисков имеет ряд ограничений. Метод пригоден только для определения чувствительности быстрорас­тущих бактерий, образующих в течение 24 ч гомогенный газон на стандартной плотной питательной среде достаточно просто­го состава (Мюллера-Хинтон или АГВ), не содержащей ве­ществ, способных снижать активность антибиотиков или пре­пятствовать их диффузии. В противном случае полученная информация будет недостоверной.

Таким образом, метод дисков не может быть использован для определения чувствительности к антибиотикам всех мед­ленно растущих и большинства прихотливых бактерий, к числу которых относятся многие возбудители болезней человека (My­cobacterium spp., Helicobacter spp., Bacteroides spp., Prevotella spp., Brucella spp., Mycoplasma spp. и многие другие). При определе­нии чувствительности некоторых прихотливых бактерий, для которых разработаны стандартные тесты {Haemophilus spp., Ne­isseria spp., определенные виды стрептококков), следует исполь­зовать специальные питательные среды и дополнительные кри­терии при интерпретации полученных результатов.

Метод дисков не дает надежных результатов также при определении чувствительности бактерий к препаратам, плохо диффундирующим в агар, например, полипептидным антибио­тикам (полимиксин, ристомицин).

Количественное определение чувствительности бактерий к ан­тимикробным препаратам с помощью Е-теста. Е-тест представ­ляет собой вариант диффузионного метода, позволяющий оп­ределять МПК антибиотика. Вместо дисков используют стан­дартные полимерные полоски, приготовленные по специаль­ной технологии (АВ BIODISK) и содержащие иммобилизован­ные антимикробные препараты, нанесенные в виде непрерыв­ного градиента концентрации. На другой стороне полоски

Таблица 7.2.3. Определение МПК антимикробных препаратов мето­дом серийных разведений

Е-теста нанесена шкала значений МПК. При помещении по­лоски на поверхность агара регулируемый процесс диффузии обеспечивает создание в питательной среде вокруг полоски стабильного градиента концентрации препарата, соответствую­щего шкале. Процедура определения чувствительности с помо­щью Е-теста осуществляется аналогично тестированию мето­дом дисков. После инкубации посева вокруг полоски образу­ется зона задержки роста, имеющая форму эллипса. Значение МПК соответствует месту пересечения эллипсовидной зоны с полоской Е-теста. Для интерпретации результатов (оценки клинической чувствительности) используют стандартные кри­терии (табл. 7.2.3).

ЭКОЛОГИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ

Введение. Экология микроорганизмов является разделом об­щей микробиологии и изучает взаимоотношения микро- и макроорганизмов, совместно обитающих в определенных био­топах. В естественных средах обитания (почве, воде, воздухе, живых организмах) микробы входят в состав различных био­ценозов. Экология микробов, вызывающих заболевания чело­века, определяется их способностью выживать во внешней среде, менять хозяев, сохраняться в организме хозяина на фоне действия иммунной системы, а также связана со способами их распространения, передачи и рядом других факторов. Оценка ряда экологических условий является одной из главных задач санитарной микробиологии.

Санитарно-бактериологические исследования лежат в осно­ве практической работы санитарных врачей и эпидемиологов при санитарно-гигиенической оценке объектов окружающей среды, пищевых продуктов, напитков и т.д. и играют ведущую роль в профилактике инфекционных болезней. Важным объ­ектом изучения медицинской микробиологии является нор­мальная микрофлора организма человека, которая включает микробы, обитающие на кожных покровах, слизистых оболоч­ках различных органов (полости рта, зева, носоглотки, верхних участков дыхательных путей, кишечника, особенно толстой кишки, и т.д.). Одни из них являются постоянными (облигат-ными) обитателями организма человека, другие - временными (факультативными или транзиторными). Нормальная микро­флора - это жизненно важная система организма, которая обеспечивает защиту от многих патогенных микробов, созре­вание и стимуляцию иммунной системы, продукцию ряда ви­таминов и ферментов, участвующих в пищеварении, и др.

Качественный и количественный состав микрофлоры человека меняется в течение жизни и зависит от пола, возраста, харак­тера питания и др. Кроме того, колебания в составе микро­флоры человека могут быть обусловлены возникновением заболеваний и применением лекарственных препаратов, преж­де всего антибиотиков и иммуномодуляторов. Оценка ка­чественного и количественного состава микрофлоры орга­низма человека по определенным показателям позволяет вы­явить его нарушение (дисбактериоз) и связанные с ним по­следствия.

Тема 8.1. МИКРОФЛОРА ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ. МЕТОДЫ САНИТАРНО-БАКТЕРИОЛОГИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЯ ВОДЫ, ВОЗДУХА И ПОЧВЫ

ж Программа

1. Микрофлора воды, воздуха и почвы.

2. Санитарно-показательные микроорганизмы и их зна­чение.

3. Методы определения коли-индекса, коли-титра и микробного числа воды.

4. Методы определения микробного числа воздуха.

5. Методы определения перфрингенс-титра, коли-титра и микробного числа почвы.

А Демонстрация

1. Санитарно-бактериологическое исследование воды методом мембранных фильтров.

2. Санитарно-бактериологическое исследование воздуха. Аппарат Кротова. Рост микроорганизмов на МПА в чашке Петри. Рост гемолитических стрептококков на кровяном агаре.

3. Санитарно-бактериологическое исследование почвы. Рост Proteus vulgaris (по Шукевичу).

а Задание студентам

1. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния воды по результатам определения микробного числа, коли-индекса и коли-титра.

2. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния воздуха по результатам определения микроб­ного числа.

3. Провести оценку санитарно-бактериологического со­стояния почвы по результатам определения микроб­ного числа, коли-титра, перфрингенс-титра и титра термофильных бактерий.

4. Сделать посев смыва с кожи рук на глюкозопептон-ную среду.

▲ Методические указания

Микробиологические методы исследования окружающей среды

Для оценки санитарно-гигиенического состояния различ­ных объектов окружающей среды, воды, пищевых продуктов и др. проводят санитарно-бактериологические исследования, це­левое назначение которых состоит в определении эпидемичес­кой опасности. Однако прямое обнаружение патогенных мик­робов связано с рядом трудностей, обусловленных прежде все­го низкой концентрацией данных микробов, которые, как пра­вило, не могут размножаться в воздухе, воде, почве. Поэтому в санитарно-микробиологической практике применяют косвен­ные методы, основанные на определении общей микробной обсемененности того или другого объекта и на обнаружении в нем так называемых санитарно-показателъных бактерий (табл. 8.1.1).

Таблица 8.1.1. Санитарно-показательные бактерии окружающей среды и пищевых продуктов

Санитарно-показательными микробами, свидетельствующи­ми о фекальном загрязнении окружающей среды, являются бак­терии группы кишечной палочки (БГКП). Они принадлежат к разным родам семейства Enterobacteriaceae. Дифференциально-диагностические признаки БГКП представлены в табл. 8.1.2. Обнаружение E.coli в каких-либо объектах окружающей среды или пищевых продуктах считается наиболее достоверным по­казателем свежего фекального загрязнения. Наличие бактерий родов Citrobacter и Enterobacter указывает на относительно дав­нее фекальное загрязнение. Присутствие Clostridium perfrin-gens, С. sporogens и других клостридий в почве свидетельствует о ее фекальном загрязнении, причем как свежем, так и давнем, поскольку эти бактерии образуют споры, что позволяет им длительно сохраняться в окружающей среде (в частности, в почве). Обнаружение в объектах окружающей среды Enterococ-cusfaecalis также свидетельствует об их фекальном загрязнении. К группе термофильных бактерий относятся неродственные бактерии, представители различных семейств, способных раз­множаться при температуре 60 °С и выше {Lactobacillus lactis, Streptococcus thermophilus и др.). Они не являются постоянными обитателями кишечника человека и не служат критериями фекального загрязнения окружающей среды. Резкое увеличе­ние количества этих бактерий может свидетельствовать о за­грязнении почвы разлагающимися отбросами, поскольку они размножаются в саморазогревающемся навозе и компостах.

Таблица 8.1.2. Дифференциально-диагностические признаки БГКП

Escherichia Смесь + - +

coli кислот

Citrobacter То же + - р + +

freundii

Enterobacter Бутан- - + - + +

aerogenes диол

Условные обозначения: (+) - положительная реакция, (-) - от­рицательная реакция, р - различные реакции.

Бактерии, принадлежащие к роду Proteus {P.vulgaris и др.) семейства Enterobacterceae, широко распространены в природе. Эти гнилостные бактерии в большом количестве встречаются на разлагающихся останках животных и растений. Обнаруже­ние этих бактерий в каких-либо пищевых продуктах свидетель­ствует о гнилостном распаде.

Гемолитические стрептококки (S.pyogenes), являясь транзит­ными обитателями носоглотки и зева, выделяются с капелька­ми слизи воздушно-капельным путем. Сроки выживания гемо­литических стрептококков в окружающей среде практически не отличаются от сроков, характерных для большинства других возбудителей воздушно-капельных инфекций. Обнаружение гемолитических стрептококков в воздухе помещений указывает на возможное его загрязнение микробами, содержащимися в зеве, носоглотке, верхних дыхательных путях человека и явля­ющимися возбудителями воздушно-капельных инфекций. Sta­phylococcus aureus является факультативным обитателем носо­глотки, зева, а также кожных покровов человека. Его присут­ствие в воздухе помещений или на находящихся там предметах является показателем воздушно-капельного загрязнения. Одно­временное обнаружение золотистого стафилококка и гемоли­тических стрептококков свидетельствует о высокой степени загрязнения воздуха.

Санитарно-бактериологическое исследование воды

Определение микробного числа воды. Водопроводную воду засевают в объеме 1 мл, воду открытых водоемов - в объемах 1,0; 0,1 и 0,01 мл. Все пробы вносят в стерильные чашки Петри, после чего их заливают 10-12 мл расплавленного и остуженного до 45-50 °С питательного агара, который тща-

Тельно перемешивают с водой. Посевы инкубируют при 37 °С в течение 1-2 сут. Воду из открытых водоемов засевают па­раллельно на две серии чашек, одну из которых инкубируют при 37 °С в течение 1 сут, а другую - 2 сут при 20 °С. Затем подсчитывают количество выросших на поверхности и в глу­бине среды колоний и вычисляют микробное число воды - количество микроорганизмов в 1 мл.

Определение коли-титра и коли-индекса воды. Коли-титр воды - минимальное количество воды (мл), в котором обна­руживаются БГКП. Коли-индекс - количество БГКП в 1 л во­ды. Эти показатели определяют титрационным (бродильным) методом или методом мембранных фильтров.

Метод титрования. Производят посев различных объ­емов воды в глюкозопептонную среду (1 % пептонная вода, 0,5 % раствор глюкозы, 0,5 % раствор хлорида натрия, инди­катор Андреде и поплавок), причем для посевов больших ко­личеств (100 и 10 мл) используют концентрированную среду, содержащую 10-кратные количества указанных веществ.

Воду открытых поверхностных водоемов исследуют в объ­емах 100; 10; 1,0 и 0,1 мл. Для исследования водопроводной воды делают посевы трех объемов по 100 мл, трех объемов по 10 мл и трех объемов по 1 мл. Посевы инкубируют в течение 1 сут при 37 °С. О брожении судят по наличию пузырьков газа в поплавке. Из забродивших или помутневших проб произво­дят посевы на среду Эндо. Из выросших колоний делают мазки, окрашивают по методу Грама и ставят оксидазный тест, позволяющий дифференцировать бактерии родов Escherichia, Citrobacter и Enterobacter от грамотрицательных бактерий семей­ства Pseudomonadaceae и других оксидазоположительных бак­терий, обитающих в воде. С этой целью стеклянной палочкой снимают 2-3 изолированные колонии с поверхности среды, наносят штрихом на фильтровальную бумагу, смоченную ди-метил-п-фенилендиамином. При отрицательном оксидазном тесте цвет бумаги не изменяется, при положительном она окрашивается в синий цвет в течение 1 мин. Грамотрицатель-ные палочки, не образующие оксидазу, вновь исследуют в бродильном тесте - вносят в полужидкий питательный агар с 0,5 % раствором глюкозы и инкубируют при 37 °С в течение 1 сут. При положительном результате определяют коли-титр и коли-индекс по статистической табл. 8.1.3.

Метод мембранных фильтров. Мембранный фильтр № 3 помещают в воронку Зейтца, вмонтированную в колбу Бунзена, которая присоединяется к вакуумному насосу. Мем­бранные фильтры предварительно стерилизуют кипячением в дистиллированной воде. Воду из водопроводной сети и воду артезианских скважин фильтруют в объеме 333 мл. Чистую воду открытого водоема фильтруют в объеме 100, 10, 1,0 и 0,1 мл, более загрязненную перед фильтрованием разводят стерильной

Таблица 8.1.3. Определение индекса бактерий группы кишечных палочек при исследовании воды

Коли-титр

из 3 объ­емов по 100 мл

водой. Затем фильтры помещают на поверхность среды Эндо в чашки Петри и после инкубации при 37 °С в течение 1 сут подсчитывают количество выросших колоний, типичных для БГКП. Из 2-3 колоний красного цвета готовят мазки, окра­шивают по методу Грама и определяют оксидазную активность. Для этого фильтр с выросшими на нем колониями бактерий переносят пинцетом, не переворачивая, на кружок фильтро­вальной бумаги, смоченной диметил-п-фенилендиамином. При наличии оксидазы индикатор окрашивает колонию в синий цвет. 2-3 колонии, не изменившие первоначальную окраску, засевают в полужидкую среду с 0,5 % раствором глюкозы. Посевы инкубируют в течение суток при 37 °С. При наличии газообразования подсчитывают число красных колоний на фильтре и определяют коли-индекс. Нормативные показатели для питьевой воды приведены в табл. 8.1.4.

Таблица 8.1.4. Нормативы для питьевой воды (ГОСТ 2874-82)

Показатель

Число микробов в 1 мл воды, не более 100

Число бактерий группы кишечных палочек в 1 л воды 3

(коли-индекс), не более

Для определения титра Enterococcus faecalis готовят 10-крат­ные разведения воды. Цельную воду и ее разведения в объеме 1 мл засевают в одну из жидких элективных сред (КФ, поли-

Миксиновая и др.), инкубируют при 37 "С в течение 2 сут, через 24 и 48 ч производят высевы на плотные элективно-дифферен­циальные среды: агар КФ, агар ТТХ (среда с трифенилтетра-золий-хлоридом), полимиксинтеллуритный агар. Идентифици­руют стрептококки по виду колоний, морфологии клеток и окраске по методу Грама. На среде с ТТХ стрептококки обра­зуют колонии темно-красного цвета, на агаре с теллуритом - черного цвета.

Состав сред. Среда КФ:2% питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 2 % лактозы, 0,4 % азида натрия, 0,06 % карбоната натрия, индикатор бромкрезоловый красный.

Полимиксиновая среда: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, полимиксин М 200 ЕД/мл, индикатор бромтимоловый синий.

Полимиксинтеллуритный агар: 2 % питательного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристалличес­кий фиолетовый 1:800 000, полимиксин М 200 ЕД/мл, 0,01 % теллурита калия.

Агар трифенилтетразолий-хлорид (ТТХ): 2 % пита­тельного агара, 1 % дрожжевого экстракта, 1 % глюкозы, кристаллический фиолетовый 1:800 000, 0,01 % ТТХ.

При определении индекса E.faecalis пользуются статистичес­кими таблицами, применяемыми при установлении коли-ин-декса. Кроме того, с этой целью используют метод мембранных фильтров. Для обнаружения патогенных бактерий воду пропус­кают через мембранные фильтры, которые затем помещают в жидкие элективные среды или на поверхность плотных диф­ференциально-диагностических сред.

Санитарно-бактериологическое исследование воздуха

Определение микробного числа воздуха. Количественные ми­кробиологические методы исследования воздуха основаны на принципах осаждения (седиментации), аспирации или фильт­рации.

Седиментационный метод. Две чашки Петри с пита­тельным агаром оставляют открытыми в течение 60 мин, после чего посевы инкубируют в термостате при 37 "С. Результаты оценивают по суммарному числу колоний, выросших на обеих чашках: при наличии менее 250 колоний воздух считается чис­тым; 250-500 колоний свидетельствует о загрязнении средней степени, при количестве колоний более 500 - загрязненным.

Аспирационный метод. Это более точный количест­венный метод определения микробного числа воздуха. Посев воздуха осуществляют с помощью приборов. Аппарат Кротова (рис. 8.1.1) устроен таким образом, что воздух с заданной скоростью засасывается через узкую щель плексигласовой пластины, закрывающей чашку Петри с питательным агаром.

Рис.8.1.1. Аппарат Кротова для бактериологического исследования

При этом частицы аэрозоля с содержащимися на них микро­организмами равномерно фиксируются на всей поверхности среды благодаря постоянному вращению чашки под входной щелью. После инкубации посева в термостате проводят расчет микробного числа по формуле:

а х 1000 х ~ у

где а - количество выросших на чашке колоний; V - объем пропущенного через прибор воздуха, дм 3 ; 1000 - стандартный объем воздуха, дм 3 .

При определении микробного числа воздуха используют питательный агар для выделения гемолитических стрептокок­ков - кровяной агар с добавлением генцианового фиолетового с последующим контрольным микроскопированием и выбо­рочным пересевом подозрительных колоний на кровяной агар.

Состав сред. Кровяной агар с генциановым фиолето­вым: 2 % питательного агара, 5-10 % дефибринированной крови лошади, кролика или барана, генциановый фиолето­вый (1:50 000).

Желточно-солевой агар (ЖСА): 2 % питательного ага-ра, 10 % хлорида натрия, 20 % (по объему) желточной взвеси (1 желток куриного яйца на 200 мл изотонического раствора хлорида натрия).

Для исследования воздуха могут применяться и другие при­боры (Дьякова, Речменского, Киктенко, ПАБ-1 - пробоотбор-

Ник аэрозольный бактериологический, ПОВ-1 - прибор для отбора воздуха), с помощью которых определенный объем воз­духа пропускают через жидкости или фильтры, а затем делают мерные посевы на питательные среды. Использование ПАБ-1 и ПОВ-1 позволяет исследовать большие объемы воздуха и обнаруживать патогенные бактерии и вирусы.

При исследовании воздуха стационаров (хирургических, аку-шерско-гинекологических и др.) осуществляют непосредствен­ное выделение патогенных и условно-патогенных бактерий - возбудителей внутрибольничных инфекций (стафилококков, синегнойной палочки и др.). При возникновении внутриболь­ничных инфекций стафилококковой этиологии проводят ис­следования, направленные на выявление источников и путей распространения инфекций: путем фаготипирования определя­ют идентичность стафилококков, выделенных из объектов ок­ружающей среды, а также от больных и обслуживающего пер­сонала. Нормативные показатели микробного числа и содер­жания Staphylococcus aureus, Глава 2. Государственная социальная помощь, оказываемая в виде предоставления гражданам набора социальных услуг 10 страница

Стерилизация.

Стерилизация - нагревание продукта до температуры выше 100°С, для подавления жизнедеятельности микроорганизмов либо для их полного уничтожения.

Основными источниками загрязнения консервов до стерилизации являются мясное сырье, вспомогательные материалы и специи. Обсеменение происходит при обвалке, жиловке, от инструментов, от рук рабочих, воздуха, тары и т. д.

Перед стерилизацией проводится проверка бактериальной обсемененности с целью уточнения режимов стерилизации и условий хранения продукта. Общее количество м/о в 1 г не должно превышать:

Мясо тушеное – 200 000 микробных клеток;

Паштет мясной – 10 000 микробных клеток.

В консервах до стерилизации могут находится токсигенные спорообразующие анаэробы Cl. botulinum и гнилостные анаэробы Cl. sporogenes, Cl. perfringens, Cl. Putrificum, термофильные микроорганизмы Bacillus coagulans и др.

Нагрев мяса при температуре 134?С в течение 5 мин уничтожает практически все виды спор. Однако воздействие повышенных температур приводит к необратимым глубоким химическим изменениям продукта. В связи с этим наиболее распространенная и предельно допустимая температура стерилизации мясопродуктов в пределах 120°С. При этом подбирают такую продолжительность нагрева, которая обеспечивает достаточно эффективное обезвреживание споровых форм микробов и резкое снижение их жизнедеятельности (? 40 мин).

Режим стерилизации определяется температурой и продолжительностью ее воздействия. Правильный режим стерилизации гарантирует высокое качество продукта, отвечающего требованиям промышленной стерильности (если в 1г продукта не более 11 клеток B. subtilis при отсутствии возбудителей ботулизма и других токсигенных форм).

Понятие о формуле стерилизации.

Банки загружают в аппараты периодического или непрерывного действия, прогревают установку и банки до температуры стерилизации, проводят стерилизацию в течение периода отмирания микроорганизмов, после снижения температуры аппарата банки выгружают, и цикл повторяется. Условную запись теплового режима аппарата, в котором стерилизуются консервы, называют формулой стерилизации. Для аппаратов периодического действия эта запись имеет вид
(А+В+С)/Т

где А - продолжительность прогрева автоклава от начальной температуры до температуры стерилизации, мин; В - продолжительность собственно стерилизации, мин; С - продолжительность снижения температуры до уровни, позволяющего производить разгрузку аппарата, мин; Т-заданная температура стерилизации, °С.

Температура в центральной зоне банки отстает от температуры в автоклаве, что объясняется низкой теплопроводностью продукта. Скорость прогрева содержимого банки, в свою очередь, зависит от вида теплопередачи: в жидкой составляющей консервов теплопередача происходит быстрее; в плотной части консервов теплопередача идет более медленно.

При определении режимов стерилизации необходимо знать:

1) температура содержимого консервов в процессе нагрева изменяется во времени, причем консервы по объему прогреваются неравномерно;

2) жидкая часть консервов прогревается быстрее плотной;

3)наиболее трудно прогревается точка, расположенная несколько выше геометрического центра банки, так как теплопередача со стороны крышки тормозится (в невакуумированных консервах) из-за наличия воздушного пузыря в незаполненном пространстве консерва;

4) температура по времени в центральной зоне консерв изменяется иначе, чем в самом аппарате (автоклаве).

Таким образом, значение величин А, В, С и Т в формуле стерилизации характеризует лишь режим работы аппарата и не отражает степени эффективности действия параметров термообработки на консервируемый продукт.

Рассматривая величины, входящие в формулу стерилизации, можно заметить, что величину Т выбирают как максимально допустимую температуру для данного вида консервов (т, е. вызывающая наименьшие изменения качественных показателей продукта), а значения А и С зависят в основном от конструктивных особенностей автоклава. Чем выше начальная температура содержимого банки, тем меньше времени А требуется для ее прогрева до необходимого уровня Температуры.

Значение величины А будет зависеть лишь от объема и вида тары. В связи с этим при работе на вертикальных автоклавах пользуются постоянными заданными значениями А: для жестяных банок вместимостью до 1 кг - 20 мин, для банок большей вместимости - 30 м.ин, для стеклянных банок вместимостью 0,5 кг - 25 мин, вместимостью 1 кг - 30 мин.

Значение величины С обусловлено необходимостью выравнивания давления в отстерилизованной банке с атмосферным перед разгрузкой автоклава. Пренебрежение этапом снижения давления приводит к необратимой деформации жестяных банок или к срыву крышек со стеклянной тары.

Нагрев продукта в процессе стерилизации (этапы А и В) сопровождается увеличением внутреннего давления внутри банки. Величина избыточного внутреннего давления в герметичном объеме банки зависит от содержания влаги, степени вакуумирования, степени расширения продукта в результате нагрева, а также от коэффициента заполнения банки и степени увеличения объема тары вследствие теплового расширения материала и вспучивания концов банок.

Степень теплового расширения материала тары (особенно у стекла) всегда ниже степени теплового расширения мясопродуктов. Поэтому устанавливают регламентируемые значения коэффициентов заполнения банок: для жестяных банок - 0,85-0,95, для стеклянных - меньше.

Избыточное давление в банке по сравнению с давлением в автоклаве обусловлено в основном давлением присутствующего воздуха. Вакуумирование банок, а также прогрев содержимого консервов перед укупоркой позволяют снизить величину внутреннего давления. Уровень перепада давлений в банке и в стерилизующем аппарате не должен выходить за определенные пределы. При диаметре банки 72,8 мм значение Ркр составляет 138 кН/м2, диаметре 153,1 мм соответственно 39 кН/м2.

Для создания этих условий в автоклав при стерилизации подают сжатый воздух или воду. Противодавление лучше создавать водой, имеющей высокий коэффициент теплопроводности и одновременно служащей греющей средой.

Необходимое для разгрузки автоклава снижение давления в аппарате до атмосферного по окончании стерилизации приводит к увеличению перепада давлений в банке и автоклаве, так как консервы сохраняют высокую температуру. По этой причине давление выравнивают постепенно, подавая в автоклав холодную воду под давлением, равным установившемуся в нем к концу стерилизации. В результате быстрого охлаждения консервов внутреннее давление падает, что позволяет осторожно понижать давление в самом автоклаве. Конечная температура охлаждения для жестяных банок перед их выгрузкой из автоклава установлена в пределах 40-45°С.

Период времени, необходимый для снижения давления в аппарате (величина С), составляет в среднем 20-40 мин.

Стерилизацией не всегда достигается полное отмирание микроорганизмов. Это зависит от:

1.Чем больше термостойкий микроорганизм, тем сложнее справиться (споры сенной палочки выдерживают 130 ?С).

2.Общего количества микроорганизмов.

3.От консистенции и гомогенности продукта (в жидких консервах м/о погибают за 25 мин, а в плотных – за 50 мин.).

5.от наличия жира (кишечная палочка в бульоне при 100 ?С погибает за 1 сек, а в жире – за 30 сек.

6.от наличия соли и сахара.

Стерилизация в электромагнитном поле токами высокой частоты (ТВЧ) и сверхвысоких частот. Стерилизация достигается за счет образования тепла в клетках микроорганизмов под действием переменного электромагнитного поля. Стерильное мясо можно получить при нагревании до 145°С в течение 3 мин. Одновременно ТВЧ- и СВЧ-нагревы обеспечивают сохранность пищевой ценности продукта.

Стерилизация ионизирующими облучениями. К ионизирующим излучениям относят катодные лучи -поток быстрых электронов, рентгеновские лучи и гамма-лучи. Ионизирующие излучения обладают высоким бактерицидным действием и способны, не вызывая нагрева продукта, обеспечить полную стерилизацию.

Продолжительность стерилизации ионизирующими облучениями - несколько десятков секунд. Однако высокая интенсивность облучения приводит к изменению составных частей мяса. После ионизационной обработки продукт внутри банки остается сырым, поэтому его нужно довести до состояния кулинарной готовности одним из обычных способов нагрева.

Стерилизация горячим воздухом. Горячий воздух температурой 120°С циркулирует в стерилизаторе со скоростью 8 - 10 м/с. Данный способ дает возможность повысить теплопередачу от греющей среды консервам, снизить вероятность перегрева поверхностных слоев продукта.

Стерилизация в аппаратах периодического действия. Наиболее распространенным типом аппаратов периодического действия для стерилизации консервов являются автоклавы СР, АВ и Б6-ИСА. Автоклавы подразделяются на вертикальные (для стерилизации консервов, выпускаемых в жестяной и стеклянной таре, паром или в воде) и горизонтальные (для стерилизации консервов в жестяной таре паром). Температуру и давление в автоклавах регулируют ручным методом или с помощью пневматических и электрических программных устройств - терморегуляторов.

В автоклавные корзины банки укладывают вручную, посредством загрузки транспортером «навалом» (в водяной ванне или без нее), гидравлическими и гидромагнитными укладчиками. Разгрузку производят, опрокидывая автоклавные корзины.

Рис. 1. Гидростатический стерилизатор А9-ФСА:

1 - камера подогрева; 2 камера стерилизации; 3 - камера первичного охлаждении; 4 - камера дополнительного охлаждения; 5 - бассейн охлаждения; 6 - механизм загрузки и выгрузки; 7 - линия слива водв в канализацию; 8 - цепной конвейер

Стерилизация в аппаратах непрерывного действия. Стерилизаторы непрерывного действия подразделяют на роторные, горизонтальные конвейерные, гидростатические. Первые два типа редко используют.

В гидростатических стерилизаторах непрерывного действия применен принцип уравновешивания давления в камере стерилизации с помощью гидравлических шлюзов.

В гидростатических стерилизаторах длина участков конвейера в зонах подогрева и охлаждения одинакова, поэтому формула стерилизации имеет симметричный вид А-В-А. Температура стерилизации поддерживается в результате регулирования положения уровня воды в камере стерилизации.

Гидростатический стерилизатор работает следующим образом. Банки загружают в банконосители бесконечного цепного конвейера, который подает их в шахту гидростатического (водяного) затвора-шлюза. После прогрева банки поступают в камеру парового стерилизатора, нагреваются до 120 °С и попадают в зону водяного охлаждения, где температура консервов падает до 75-80°С. Выйдя из гидростатического затвора, банки поступают в камеру дополнительного водяного охлаждения (40-50°С), после чего консервы выгружают из стерилизатора.

При использовании стерилизаторов непрерывного действия отпадает необходимость предварительного прогрева аппарата, поэтому две величины формулы стерилизации А и В образуют одну B` и она приобретает вид (В" + С)/Т.
Пастеризация.

Пастеризация является одной из разновидностей термообработки, при которой уничтожаются преимущественно вегетативные формы микроорганизмов. В связи с этим при выработке качественных пастеризованных консервов к сырью предъявляют ряд дополнительных жестких санитарно-гигиенических и технологических требований. Для таких консервов обычно используют свинину в шкуре; контролируют величину рН сырья (для свинины рН должна быть 5,7-6,2, для говядины - 6,3-6,5). В процессе посола и созревания рекомендуется применение шприцевания рассолов, массирования и тумблирования. Сырье фасуют в эллиптические или прямоугольные металлические банки вместимостью 470, 500 и 700 г с одновременным закладыванием желатина (1%). После подпрессовки банки укупоривают на вакуум - закаточных машинах.

Пастеризацию производят в вертикальных либо ротационных автоклавах. Режим, пастеризации включает время прогрева банок при 100°С (15 мин), период снижения температуры в автоклаве до 80°С (15 мин), время собственно пастеризации при 80°С (80-110 мин) и охлаждения до 20°С (65-80 мин). В зависимости от вида и массы консерв общая продолжительность процесса пастеризации составляет 165-210 мин; период прогрева центральной части продукта при 80°С- 20-25 мин.

При пастеризации в продукте могут сохраняться термоустойчивые виды микроорганизмов, способные развиваться при температурах до 60°С, а также термофильные виды с оптимумом развития при 53-55°С. Для предотвращения повышения обсемененности микроорганизмами необходимо как можно быстрее прогревать и охлаждать банки с тем, чтобы «пройти» температурный оптимум развития микроорганизмов. Самой опасной считают температуру 50 - 68°С.

Количество желе в пастеризованных изделиях увеличивается (от 8,2 до 23,8%) с повышением температуры термообработки (от 66 до 94 °С). Однако длительный нагрев ухудшает качество не только самого продукта, но и свойства желе (крепость, способность к застудневанию). Использование температур свыше 100°С при термообработке пастеризованных консервов (в период прогрева) сопровождается ухудшением сочности продукта, рыхлостью, ухудшением консистенции.

Тиндализация представляет собой процесс многократной пастеризации. При этом консервы подвергают термообработке 2-3 раза с интервалами между нагревом в 20 - 28 ч. Отличие тиндализации от обычной стерилизации заключается в том, что каждого из этапов теплового воздействия недостаточно для достижения необходимой степени стерильности, однако суммарный эффект режима гарантирует определенную стабильность консервов при хранении.

При данном способе термообработки микробиологическая стабильность обеспечивается тем, что в процессе первого этапа нагрева, который недостаточен по уровню стерилизующего эффекта, погибает большинство вегетативных клеток бактерий. Часть из них вследствие изменившихся условий внешней среды успевает модифицироваться в споровую форму. В течение промежуточной выдержки споры прорастают, а последующий нагрев вызывает гибель образовавшихся вегетативных клеток.

Так как степень воздействия режимов пастеризации и тиндализации на составные части мясопродуктов менее выражена, чем при стерилизации, пастеризованные изделия имеют лучшие органолептические и физико-химические показатели.

Пастеризованные консервы относят к полуконсервам, срок их хранения при t = 0-5°С и? не выше 75% 6 мес. Тиндализованные консервы, срок хранения которых при t не выше 15°С 1 год, относят к «3/4 консервам». Условная запись режима пастеризации имеет вид, аналогичный с формулой стерилизации. В нее входит несколько формул тепловых режимов с указанием периодов выдержки консервов между нагревами. Пастеризованные консервы являются деликатесным видом изделий.

МИНОБРНАУКИ

БАЛТИЙСКИЙ ФЕДЕРАЛЬНЫЙ УНИВЕРСИТЕТ

ИМЕНИ ИММАНУИЛА КАНТА

ФАКУЛЬТЕТ БИОЭКОЛОГИИ

МЕТОДЫ СТЕРИЛИЗАЦИИ

Студенток 2-го курса

очной формы обучения

Панкиной А. Н. ,

Волошиной А. Ю.

Калининград

Введение………………………………………………………………………………..3

Методы стерилизации…………………………………………………………….……4

1 Физические методы стерилизации………………………………………….….5

1.1 Прокаливание……………………………………………………....……..5

1.2 Стерилизация сухим жаром……………………………………….……..5

1.3 Стерилизация влажным жаром…………………………………………..5

1.4 Кипячение………………………………………………………………....5

1.5 Стерилизация текучим паром…………………………………………....6

1.6 Автоклавирование………………………………………………………...6

1.7 Дробная стерилизация………………………………………….………....7

1.8 Пастеризация…………………………………………………….………...7

1.9 Тиндализация…………………………………………….………………..7

2 Химические методы стерилизации……………………………….…………….8

2.1 Жидкостныйметод………………………………………….…………….8

2.2 Газовый метод……………………………………………….…………….8

2.3 Плазменный…………………………………………………….………….9

3 Стерилизация ионизирующим излучением……………………………………9

3.1Радиационный метод………………………………………….…………..10

3.2 Ультрафиолетовоеизлучение…………………………………………...10

Введение

Стерилизация - полное освобождение какого-либо предмета от всех видов микроорганизмов, включая бактериии ихспоры,грибы,вирионы, а также отприонного белка, находящихся на поверхностях, оборудовании, в пищевых продуктах и лекарствах. Осуществляетсятермическим, химическим, радиационным, фильтрационным методами.

Этапы стерилизации:

дезинфекция;

предстерилизационная очистка (ПСО);

стерилизация.

Методы стерилизации

1 Физические методы стерилизации

К физическим методам стерилизации относится воздействие высокой температуры на стерилизуемые объекты (тепловая стерилизация), а также воздействие ультрафиолетовым, излучением, токами высокой частоты, ультразвуковыми колебаниями, радиоактивным из­лучением, инфракрасными лучами, и т. д.

В аптечной практике для стерилизации посуды и лекарств пользуются исключительно способами, основанными на воз­действии высоких температур. Ультрафиолетовое облучение находит применение главным образом для обеззараживания воздуха аптечных помещений, тары и поступающих в аптеку рецептов.

Использование высокой температуры для стерилизации основано на необратимой коагуляции протоплазмы, пирогенетическом ее разрушении и на повреждении ферментных си­стем микробной клетки. Температура и длительность нагре­вания, необходимые для достижения стерильности, могут изменяться в зависимости от вида микрофлоры и других условий.

Большинство патогенных микроорганизмов погибают при температуре около 60°, но их споры выдерживают значитель­но более высокую температуру. Текучий пар и кипящая вода убивают микроорганизмы значительно быстрее, но многие споры и в этих условиях сохраняются в течение нескольких часов (особенно в вязких средах). Чистый водяной пар дейст­вует сильнее, чем в смеси с воздухом.

Пар под давлением (при температуре выше 100°) убивает микроорганизмы быст­рее. Сухой горячий воздух убивает бактерии и их споры при более высокой температуре по сравнению с водяным паром. Выбор метода зависит от свойств стерилизуемого объекта. Выбирая метод стерилизации, стремятся к полной ликвидации живой микрофлоры и спор, сохраняя в то же время в неизмен­ности лекарственное вещество.

Прокаливание

Прокаливание является одним из наиболее надеж­ных видов стерилизации. Осуществляется в муфельных или тигельных печах нагреванием объекта до 500-800° или же его прокаливанием на голом огне. Применяется для стерили­зации платиновых игл для шприцев, фарфоровых фильтров и других фарфоровых предметов. Стальные предметы стерили­зовать этим способом не рекомендуется, так как они ржавеют и теряют закалку.

Стерилизация сухим жаром

Стерилизуемый объект нагревают в сушильном шкафу при температуре 180° в течение 20-40 мин или при 200° в течение 10-20 мин. Сухим жаром стерилизуют стеклянную и фарфоровую посуду, жиры, вазелин, глицерин, термоустойчивые порошки (каолин, стрептоцид, тальк, кальция сульфат, цинка окись и др.).

В сушильных шкафах нельзя стерилизовать водные рас­творы в склянках, так как вода при высоких температурах превращается в пар и склянка может быть разорвана.

Стерилизация влажным жаром

При ис­пользовании этого способа стерилизации комбинируются воз­действие высокой температуры и влажности. Если сухой жар вызывает главным образом пирогенетическое разрушение микроорганизмов, то влажный жар - коагуляцию белка, тре­бующую участия воды.

На практике стерилизация влажным жаром проводится при температуре 50-150° и осуществляется следующими пу­тями.

Кипячение

Этим способом стерилизуют резиновые предметы, хирургический инструментарий, стеклянную посу­ду. Применять кипячение для стерилизации инъекционных растворов не рекомендуется, так как по эффективности оно значительно уступает стерилизации паром.

Стерилизация текучим паром

Текучим назы­вается насыщенный водяной пар (без примеси воздуха), имеющий давление 760 мм рт. ст. и температуру 100°. Стери­лизацию текучим паром осуществляют в паровом стерилиза­торе или автоклаве при 100° в течение 15-60 мин в зависимо­сти от объема раствора. Это один из распространен­ных методов стерилизации инъекционных растворов в ап­теках.

Автоклавирование

Стерилизация паром под давлением (автоклавирование). Осуществляется в различной конструкции автоклавах. Автоклав представляет собой герметически за­крывающийся сосуд, состоящий из толстостенной стерилизационной камеры и кожуха. На автоклаве имеется предохранительный клапан, обеспечивающий выход пара при избыточном давлении, и манометр. При каждом автоклаве должны быть инструкция по его эксплуатации и уходу, а также паспорт котлонадзора.

Стерилизуемый объект помещают внутрь паровой камеры. Водяную камеру подвергают нагреванию. Вначале автоклав нагревают при открытом кране до тех пор, пока пар не пой­дет сильной сплошной струей и не вытеснит находящийся в автоклаве воздух, который значительно снижает теплопровод­ность водяного пара (при содержании в водяном паре 5%- воздуха она уменьшается на 50%).

Во время нагревания автоклава после закрывания крана необходимо следить за давлением, параллельно с возраста­нием которого увеличивается температура пара.

Автоклавирование является наиболее надежным способом стерилизации. Обычно стерилизация в автоклаве производит­ся при 119-121° в течение 5-30 мин в зависимости от объ­ема раствора. Этим гарантируется достаточно полная стери­лизация независимо от вида микроорганизма. Таким образом, стерилизуют посуду, бумажные и стеклянные фильтры, ин­струменты, водные растворы устойчивых к воздействию высо­кой температуры лекарственных веществ, перевязочный мате­риал.

Дробная стерилизация

При дробной стерилиза­ции объект (обычно водный раствор) нагревают текучим па­ром при 100° в течение 30 мин, затем раствор выдерживают при комнатной температуре в течение 24 ч, после чего снова стерилизуют в тех же условиях (30 мин при 100°). Описанный цикл повторяют 3-5 раз. При первом нагревании погибают вегетативные формы микроорганизмов, при последующих - вновь появившиеся вегетативные формы. Вследствие длитель­ности этот способ в аптеках применяется редко.

Пастеризация

Однократное нагревание объек­та при температуре 60° в течение 1 ч или при температуре 70-80° в течение 30 мин. Позволяет уничтожить вегетатив­ные формы микробов (кроме термофильных), но не споры.

Тиндализация

Тиндализация (дробная пастеризация). При тиндализации объект нагревают при температуре 60-65° по 1 ч ежедневно в течение 5 дней или при 70-80° в течение 3 дней. Это надежный и бережный способ стерилизации термолабиль­ных лекарственных веществ. Однако вследствие длительности он мало пригоден для аптек и в последних почти не исполь­зуется.

Химические методы стерилизации

Жидкостныйметод

С помощью жидкостной стерилизации обрабатывают изделия, выполненные из термочувствительных материалов. Обработка проводится с помощью специальных химических растворов с использованием камер.

Они представляют собой емкость из нержавеющей стали с крышкой и перфорированной полкой. Инструменты обрабатываются под действием специального раствора, который при необходимости может быть подогрет.

Такие камеры также могут служить для хранения и транспортировки инструмента.

Газовый метод

Газовая стерилизация проводится этиленоксидным и формальдегидным методом. Для нее используются специальные стационарные установки.

Этиленоксидный метод хорошо подходит для обработки пластиковых и полимерных изделий, оптики. Он осуществляется с помощью специальной газовой камеры. Из камеры откачивается воздух, и помещенные в ней предметы подвергаются обработке газом.

Формальдегидный метод больше подходит для дезинфекции, так как формальдегид обладает низкими проникающими характеристиками. Кроме того, температура в камере для обработки должна достигать 80°С.

Главное преимущество газовых методов стерилизации состоит в низкотемпературном режиме процесса, что позволяет обрабатывать инструменты, не допускающие воздействия высокой температуры и влаги.

Газовые стерилизаторы оснащены системой утилизации газа, что делает их безвредными как для человека, так и для окружающей среды. Оборудование оснащено встроенными аэраторами. Стерилизующий агент находится в сменных герметичных картриджах, которые вскрываются только при достижении полной герметичности устройства.

Плазменный

Плазменный метод стерилизации является самым современным и практичным методом, который позволяет обрабатывать любые медицинские изделия и приборы, чувствительные к влаге и температуре. Этот метод основан на создании биоцидной среды с помощью низкотемпературной плазмы и водного раствора перекиси водорода.

При использовании плазменного метода уничтожаются все виды микроорганизмов в любой форме, не образуется токсичных отходов.

Обработка в плазменном стерилизаторе представляет собой сухой процесс, происходит при температуре до 60°С и длится от 35 минут.

Этот метод находит самое широкое применение при обработке оптических систем, изделий из полимерных материалов, электрических инструментов и кабелей, эндоскопов и сопутствующих инструментов, датчиков, имплантатов и других изделий.

Плазменный метод - один из самых актуальных и надежных методов на сегодняшний день.

Стерилизация ионизирующим излучением

Радиационный метод

Радиационный метод или лучевую стерилизацию γ-лучами применяют в специальных установках при промышленной стерилизации однократного применения - полимерных шприцев, систем переливания крови, чашек Петри, пипеток и других хрупких и термолабильных изделий.

Ультрафиолетовое излучение

Ряд лет в фармтехнологии для стерилизации используется ультрафиолетовое (УФ) излучение (длина волны 253,7 нм). Источники УФ-излучения - ртутные кварцевые лампы. Их мощное бактериостатическое действие основано на совпадении спектра испускания лампы и спектра поглощения ДНК микроорганизмов, что может являться причиной их гибели при длительной обработке излучением кварцевых ламп. При недостаточно мощном действии УФ в прокариотической клетке активизируются процессы световой и темновой репарации и клетка может восстановиться. Метод применяется для стерилизации воздуха приточно-вытяжной вентиляции, оборудования в биксах, также для стерилизации дистиллированной воды.

Стерилизация – это полное уничтожение микроорганизмов, их вегетативных форм с медицинского инструментария и предметов медицинского назначения.

Стерилизации подлежат все предметы, контактировавшие с раневой поверхностью, загрязненные кровью или инъекционными формами лекарственных препаратов, а также инструменты, которые при использовании могут повредить целостность слизистых оболочек.

Воздушный метод стерилизации (в сухожаровом шкафу) рекомендуется применять для сухих изделий из металла, стекла и силиконовой резины. Стерилизацию проводят в упаковке из бумаги мешочной непропитанной, бумаги мешочной влагопрочной, бумаги для упаковывания продукции на автоматах марки Е и крафт-бумаге или без упаковки (в открытых емкостях).

В соответствии с ОСТ 42-21-2-85 выделяют два режима стерилизации: 60 минут при 180°С и 150 минут при 160°С. При стерилизации в сухожаровом шкафу необходимо соблюдать несколько правил.
1. Изделия, подлежащие стерилизации, загружают в шкаф в количестве, допускающем свободную подачу горячего воздуха к стерилизуемому предмету.
2. Горячий воздух должен равномерно распределяться в стерилизационной камере.
3. Большие предметы следует класть на верхнюю металлическую решетку, чтобы они не препятствовали потоку горячего воздуха.
4. Стерилизуемые изделия необходимо укладывать горизонтально, поперек пазов кассет, полок, равномерно их распределяя.
5. Недопустимо загружать стерилизатор навалом. Не допускается перекрывать продувочные окна и решетку вентилятора.
6. Для контроля уровня температуры в шкаф ставит флакон с сахарозой: при температуре 180 °С за 60 минут она должна превратиться из белого кристаллического порошка в темно-коричневую массу. Можно использовать термоиндикаторную ленту, которая изменяет свою окраску.

После стерилизации в открытой емкости медицинский инструментарий не хранится, а используется сразу. Шприцы в разобранном виде и две иглы укладывают в крафт-пакеты из пергамента или влагопрочной бумаги. Свободный конец пакета дважды подворачивают и заклеивают. На пакете указывают вместимость шприца и дату стерилизации. Стерильность в крафт-пакетах сохраняется в течение 3 суток.

Паровой метод стерилизации. При паровом методе (автоклавировании) стерилизация осуществляется увлажненным воздухом (паром) при повышенном давлении в специальных паровых стерилизаторах (автоклавах). В соответствии с ОСТ 42-21-2-85 выделяют два режима стерилизации:
1) 2 атм - 132 °С - 20 мин - рекомендуется для изделий из коррозионно-стойкого металла, стекла, текстильных материалов;
2) 1,1 атм - 120°С - 45 мин - рекомендуется для изделий из резины (катетеры, зонды, перчатки), латекса и некоторых полимерных материалов (полиэтилен высокой плотности, поливинил-хлорид).
Резиновые перчатки перед стерилизацией пересыпают тальком для предупреждения их склеивания. Между перчатками прокладывают марлю и каждую пару заворачивают отдельно. Простерилизованные материалы хранят в крафт-пакетах, двухслойной бязевой упаковке или стерилизационных коробках с фильтром (биксах) не более 3 суток.
Материал укладывают в бикс при стерилизации паром под давлением и хранении после стерилизации перевязочного материала, белья, шприцев или резиновых изделий (перчаток, систем для переливания инфузионных растворов). Нельзя подвергать стерилизации паром под давлением режушие инструменты, приборы с оптической системой.
Закладка в бикс осуществляется в определенной последовательности.
1. Отодвигают бандаж, открывают боковые отверстия бикса.
2. Протирают поверхность бикса изнутри и снаружи салфеткой, смоченной 0,5 % раствором аммиака.
3. Выстилают дно и стенки бикса пеленкой.
4. Необходимый материал укладывают рыхло в определенном порядке: в вертикальном положении, послойно или секторально.
5. В середину бикса кладут флакон с небольшим количеством бензойной кислоты или другого индикатора для контроля стерильности.
6. Углами пеленки закрывают содержимое бикса, сверху кладут еше один флакон с индикатором, несколько марлевых салфеток.
7. Плотно закрывают крышку бикса и привязывают к его ручке бирку из клеенки, на которой указывают номер отделения, количество и наименование предметов, находящихся в биксе.
8. Мосле стерилизации боковые отверстия бикса закрывают.
При получении бикса обращают внимание на его принадлежность, дату стерилизации и температуру. Стерильные биксы хранят в чехлах. Неоткрытый бикс без фильтра стерилен в течение 3 суток. Если бикс открывают для изъятия части материала, то оставленный материал считается относительно стерильным в течение рабочей смены. Следует помнить, что в биксе со стерильным материалом боковые отверстия должны быть закрыты, а с нестерильным - открыты.

Качество автоклавирования проверяют с помощью бензойной кислоты. В автоклав помещают флакон с кристаллами бензойной кислоты, которая плавится при температуре 132 °С и давлении 2 атм за 20 мин. Можно использовать термоиндикаторную ленту, которая при данном режиме меняет окраску.

Химический метод стерилизации (применение химических препаратов-дезинфектантов и антисептиков). Этот метод используют для изделий из полимерных материалов, резины, стекла, металлов. Стерилизация проводится в закрытых емкостях из стекла, пластмассы или покрытых эмалью (эмаль должна быть без повреждений) при полном погружении изделия в раствор. После этого изделие промывают стерильной водой. Простерилизованное изделие хранится в стерильной емкости (стерилизапионной коробке), выложенной стерильной простыней, в течение 3 суток. Для химической стерилизации в соответствии с ОСТ 42-21-2-85 применяют следующие режимы:
1) 6% раствор перекиси водорода:
при 18 о С в течение 360 мин;
50 °С в течение 180 мин;
2) 1 % раствор дезоксона-1 при 18 °С в течение 45 мин.

Необходимо соблюдать правила химической стерилизации.
1. Температура растворов в процессе стерилизации не поддерживается.
2. Раствор перекиси водорода можно использовать в течение 7 суток со дня приготовления при условии хранения в закрытой емкости в темном месте. Далее раствор можно применять только
при условии контроля содержания активно действующих веществ.
3. Раствор дезоксона-1 можно использовать в течение 1 сут.
4. Стерилизующие растворы применяют однократно.

В качестве модификации химического метода стерилизации применяются способы обработки изделий медицинского назначения газами или парами химических соединений.
В соответствии с ОСТ 42-21-2-85 предусмотрены три метода химической (газовой) стерилизации.
Смесь ОБ (окись этилена с бромистым метилом в соотношении 1,0: 2,5). Метод пригоден для стерилизации изделий из полимерных материалов, резины, стекла, металла, кардиостимуляторов,
медицинской оптики.
Стерилизация проводится в газовом стерилизаторе, микроанаэростате МИ. Изделия после предстерилизационной обработки подсушивают при комнатной температуре или температуре 35°С до исчезновения видимой влаги, после чего упаковывают в разобранном виде. Их стерилизуют в упаковке из двух слоев полиэтиленовой пленки толщиной 0,06 - 0,20 мм, пергаменте, бумаге мешочной непропитанной, бумаге мешочной влагопрочной, бумаге
для упаковывания продукции на автоматах марки Е при 55 °С в течение 240 - 360 мин. Срок хранения изделий, простерилизованных в упаковке из полиэтиленовой пленки, составляет 5 лет,
в пергаменте или бумаге - 20 сут.

Стерилизация смесью паров воды и формальдегида. Проводится в специальных стационарных формалиновых стерилизаторах. Метод пригоден для изделий из резины, полимерных материалов, металла и стекла. Стерилизацию проводят в упаковке из полиэтилена толщиной 0,06 - 0,20 мм, пергамента или крафт-бумаги.
В качестве стерилизующего агента применяется раствор формалина (по формальдегиду). Режим стерилизации - 300 мин при 75 °С.
Для нейтрализации формальдегида используют 23 - 25 % водный раствор аммиака. Срок хранения изделий, простерилизованных в упаковке из полиэтиленовой пленки, составляет 5 лет, из пергамента или крафт-бумаги - 21 сут.

Формальдегид из параформальдегида. Стерилизация проводится в камерах из оргстекла (соотношение площади пола камеры к ее объему 1: 20), которые имеют перфорированную полку с отверстиями диаметром 0,6 - 0,7 см (одно отверстие на 1 см 2). Слой параформальдегида толщиной 1 см равномерно распределяют по дну камеры. Полку устанавливают на уровне 2 см от поверхности. Метод рекомендуется применять для цельнометаллических режущих инструментов из нержавеющей стали.
Стерилизацию проводят без упаковки, размещая изделия на перфорированной полке не более чем в два слоя во взаимно перпендикулярных направлениях.
Применяют два режима стерилизации: 300 мин при 22 °С или 360 мин при 14 о С. Срок хранения простерилизованных изделий в стерильной емкости (стерилизационной коробке), выложенной стерильной простыней, составляет 3 сут.

Радиационный, лучевой метод стерилизации (применение ионизирующего излучения). Для стерилизации твердых предметов, портящихся при нагревании (некоторые пластмассы, электронная аппаратура и др.), может быть использована так называемая лучевая или радиационная стерилизация (обычно используют ионизирующее у-излучение в дозах 3-10 млн рад). Этот метод стерилизации обычно применяется в заводских условиях при промышленном выпуске стерильных изделий медицинского назначения (например, одноразовых шприцев).

Паровой метод стерилизации (автоклавирование)

Впервые стерилизация паром под повышенным давлением в автоклаве осуществлена в 1884 году Л.Л. Гендейрейхом.

При этом способе стерилизации действующим агентом является горячий пар. В автоклаве возможно нагревание воды под повышенным давлением, что приводит к по-вышению точки кипения воды и соответственно пара до 132 0 С (при давлении 2 атм.).

Паровым методом стерилизуют общие хирургические и специальные инструменты, детали приборов и аппаратов из коррозионно-стойких металлов, стекла, шприцы с пометкой 200 0 С, хирургическое белье, перевязочный и шовный материал, изделия из резин (перчатки, трубки, катетеры, зонды и т.д.), латекса, отдельных видов пластмасс.

Режимы стерилизации некоторых медицинских инструментов

Материал для стерилизации помещают в специальные биксы Шиммельбуша, пергамент, бумагу мешочную, упаковочную, крепированную, стерилизационные коробки с фильтром.

Одним из основных условий проведения качественной стерилизации является загрузка автоклава в точном соответствии с рекомендациями производителя. Это означает правильное расположение и количество загружаемых предметов. Водяной пар должен свободно циркулировать, а конденсат своевременно выводиться. При загрузке автоклава обращают внимание на то, чтобы тяжелые инструменты располагались на нижних поддонах, а легкие – на верхних.

Изделия загружают в таком количестве, которое допускает свободную подачу воздуха к стерилизуемым изделиям. Не допускается перекрывать продувочные окна и решетки вентиляции. Загрузку и выгрузку изделий проводят при температуре не выше 40-50°С.

Срок хранения простерилизованных изделий: в биксах без фильтра, в двойной мягкой упаковке – 3 суток; в пергаменте, бумаге мешочной непропитанной, мешочной влагопрочной, бумаге упаковочной высокопрочной, бумаге крепированной, стерилизационной коробке с фильтром – 20 суток.

Воздушный метод стерилизации

При воздушном методе стерилизации стерилизующим средством является сухой горячий воздух температурой 160 0 С и 180 0 С; стерилизацию осуществляют в суховоздушных стерилизаторах.

Воздушным методом стерилизуют хирургические, гинекологические, стоматологические инструменты, детали приборов и аппаратов, в том числе изготовленные из коррозионно-нестойких металлов, шприцы с пометкой 200 0 С, инъекционные иглы, изделия из силиконовой резины.

Перед стерилизацией воздушным методом изделия после предстерилизационной очистки обязательно высушивают в сушильном шкафу при температуре 85 °C до исчезновения видимой влаги.

Качество стерилизации воздушным методом зависит от равномерности распределения горячего воздуха в стерилизационной камере, что достигается правильной загрузкой стерилизатора. Изделия загружают в таком количестве, которое допускает свободную подачу воздуха к стерилизуемому изделию.

Изделия стерилизуют завернутыми в стерилизационные упаковочные материалы. Шприцы стерилизуют в разобранном виде.

Во время стерилизации металлических инструментов без упаковки их располагают так, чтобы они не касались друг друга.

Стерилизация в среде нагретых стеклянных шариков (гласперленовая)

В стерилизаторах, стерилизующим средством в которых является среда нагретых стеклянных шариков (гласперленовые шариковые стерилизаторы), стерилизуют изделия, применяемые в стоматологии (боры зубные, головки алмазные, дрильборы, а также рабочие части гладилок, экскаваторов, зондов и др.). При стерилизации стеклянные шарики нагреваются до температуры 190-240 0 С. Стерилизация проводится в течение 5 - 15 секунд.

Недостатком метода является возможность стерилизации только мелких инструментов. У более крупных инструментов для такой обработки доступна только рабочая часть. А полная их стерилизация даже при увеличении экспозиции не удается. Проблемы возникают и со средствами контроля работы этих стерилизаторов.

Инфракрасная стерилизация

Существуют стерилизаторы, в которых используется метод, основанный на применении кратковременного импульсного инфракрасного излучения, создающего в рабочей камере температуру 200±3 0 С. Время инфракрасной стерилизации инструментария в неупакованном виде составляет от 10 до 25 минут. Недостатками данного метода стерилизации являются отсутствие упаковки инструментов, повреждающее воздействие на полимерные материалы и резину, отсутствие контролирующих индикаторов.

Лучевая стерилизация .

Используют гамма и бета - частицы и относительно тяжелые нейтроны, протоны и т. д. Разница вызываемых ими биологических изменений почти незаметна. Радиоактивное излучение, проходя через среду, вызывает ионизацию последней, в связи с чем его называют ионизирующим излучением. Бактерицидный эффект ионизирующего излучения обусловлен воздействием на метаболические процессы бактериальной клетки. Наибольшее применение получила стерилизация гамма-лучами. Используются изотопы Co 60 и Cs 138 . Доза проникающей радиации значительна и составляет 2-2,5 Мрад. В связи с этим лучевая стерилизация в стационарах не производится и применяется в промышленных условиях.

Метод применяется для стерилизации одноразовых инструментов (шприцы, шовный материал, катетеры, зонды, системы для переливания крови, перчатки и др.). При сохранении целостности упаковки стерильные свойства предметов сохраняются в течение 5 лет.

Ультразвуковая стерилизация

Механические колебания с частотой от 2х10 4 до 2х10 8 колебаний в 1 секунду не воспринимаются ухом человека и называются ультразвуком. Для искусственного получения ультразвука служат специальные приборы. Источником ультразвука являются кристаллы кварца, турмалина, обладающие пьезоэлектрическими свойствами. Пьезоэлектрический эффект обусловлен явлением электрической поляризации кристаллов.

При воздействии на ткани ультразвуковой волны происходит образование микроскопических полостей, которые быстро закрываются под воздействием последующего сжатия. Такое явление называется кавитацией. Ультразвуковая кавитация приводит к образованию свободных радикалов, диссоциации молекул воды на ионы Н + и ОН - , что приводит к нарушению окислительно-восстановительных процессов в микробной клетке.

Ультразвуковые волны используются для стерилизации инструментов, подготовки рук медицинского персонала к операции. Для этого руки (инструменты) погружают в специальную ванну с дезинфицирующим раствором, через который пропускают ультразвуковые волны.

Стерилизация растворами химических средств

Стерилизация изделий растворами химических средств является вспомогательным методом, поскольку изделия нельзя простерилизовать в упаковке, а по окончании стерилизации их необходимо промыть стерильной жидкостью (питьевая вода, 0,9 % раствор натрия хлорида), что при нарушении правил асептики может привести к вторичному обсеменению простерилизованных изделий микроорганизмами.

Данный метод следует применять для стерилизации изделий, в конструкцию которых входят термолабильные материалы, то есть в тех случаях, когда особенности материалов изделий не позволяют использовать другие официально рекомендуемые методы стерилизации.

Для стерилизации растворами химических средств используют такие средства, как первомур, перекись водорода, дезоксон - 1, 4, стераниос 20%, сайдекс, лизоформин-3000, глютарал и др.

При стерилизации растворами химических средств используют стерильные емкости из стекла, металлов, термостойких пластмасс, выдерживающих стерилизацию паровым методом, или покрытые эмалью (эмаль без повреждений).

Температура растворов, за исключением специальных режимов применения перекиси водорода и средства Лизоформин 3000, должна составлять не менее 20 0 С для альдегидсодержащих средств и не менее 18 0 С – для остальных средств.

Стерилизацию проводят при полном погружении изделий в раствор, свободно их раскладывая. При большой длине изделия его укладывают по спирали. Разъемные изделия стерилизуют в разобранном виде. Каналы и полости заполняют раствором.

После стерилизации все манипуляции проводят, строго соблюдая правила асептики. Изделия извлекают из раствора с помощью стерильных пинцетов (корнцангов), удаляют раствор из каналов и полостей, а затем промывают в стерильной жидкости, налитой в стерильные емкости, согласно рекомендациям методического документа по применению конкретного средства. При каждом переносе из одной емкости в другую освобождение каналов и полостей и их заполнение свежей жидкостью осуществляют с помощью стерильного шприца, пипетки или иного приспособления.

Промытые стерильные изделия после удаления остатков жидкости из каналов и полостей используют сразу по назначению или помешают (с помощью стерильных пинцетов, корнцангов) на хранение в стерильную стерилизационную коробку, выложенную стерильной простыней, на срок не более 3 суток.

Газовая стерилизация

Для газового метода стерилизации используют смесь ОБ (смесь окиси этилена и бромистого метила в весовом соотношении 1:2,5 соответственно), окись этилена, пары раствора формальдегида в этиловом спирте , а также озон (табл. 4) .

Стерилизацию смесью ОБ и окисью этилена проводят при комнатной температуре (не менее 18 0 С), при температуре 35 0 С и 55 0 С, парами раствора формальдегида в этиловом спирте при температуре 80 0 С.